Informație

Fermentarea și respirația aerobă pot apărea în același timp?

Fermentarea și respirația aerobă pot apărea în același timp?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

În celulele musculare în timpul efortului, fermentația acidului lactic și respirația aerobică au loc în același timp și asta înseamnă că celula produce mai mult sau mai puțin ATP în acest timp?

Celulei nu îi poate lipsi complet oxigenul, ceea ce înseamnă că o parte din piruvat se va muta în mitocondrie, cu toate acestea, se produce și acid lactic, ceea ce înseamnă că are loc respirația anaerobă. Este corect acest raționament sau există vreun alt mecanism pe care îl omit, care nu permite ca aceste procese să aibă loc simultan?

De asemenea, NAD + utilizat pentru glicoliză este regenerat și ATP net 2 este eliberat D în glicoliză, dar NADH nu se mișcă în mitocondrie, deci dacă piruvatul se mută în mitocondriune la sfârșitul glicolizei, atunci va fi mai puțin NADH în mitocondrie, ceea ce are sens deoarece există prea puțin oxigen și prea mulți electroni în ETC.


Pot să apară fermentația și respirația aerobă în același timp? - Biologie

EXEMPLE DE RĂSPUNSURI BUNE ȘI RĂU


O întrebare cu răspuns scurt

Colegul tău de cameră decide să-și încerce mâna la bere care prepară acasă. El adaugă drojdie de brutărie, malț, hamei și zahăr într-un galon de apă. Apoi pune acest amestec într-o găleată de galon fără capac. Aștepți să vezi dacă va acoperi găleata, dar lasă amestecul expus la aer. „Știți că nu veți obține niciodată alcool sau carbonatare produse așa”, vă sfătuiți colegul de cameră.

Drojdiile sunt facultativ anaerobe, ceea ce înseamnă că efectuează fermentarea numai în condiții anaerobe. În prezența lui O2, drojdia va efectua metabolism aerob. Colega de cameră a lăsat găleata deschisă la aer, astfel încât drojdia va avea acces la o aprovizionare continuă de O2. Cu O2, drojdia își va reface NAD + prin transportul de electroni în mitocondrii. Alcool și CO2 (care produce carbonatare) sunt produse de calea de fermentație care are loc semnificativ numai în absența O2.

  • Informațiile irelevante sunt lăsate deoparte.
  • Punctele cheie sunt precizate clar în primele două propoziții.
  • Toate informațiile evidențiate sunt străine. Întrebarea se referă numai la drojdie și numai la fermentare.
  • O mare parte din informațiile pertinente sunt îngropate între două secțiuni mari de informații irelevante.

Drojdia este facultativ anaerobă, ceea ce înseamnă că fermentează numai în condiții anaerobe. În prezența lui O2, drojdia va efectua metabolism aerob. Colega de cameră a lăsat găleata deschisă la aer, astfel încât drojdia va avea acces la o aprovizionare continuă de O2. Cu O2, drojdia își va reface NAD + prin transportul de electroni în mitocondrii. Alcool și CO2 (care produce carbonatare) sunt produse de calea de fermentație care are loc semnificativ numai în absența O2.

  • Termenii tehnici corespunzători (evidențiați) sunt utilizați atunci când sunt pertinenți.
  • Lipsa termenilor științifici face răspunsul mai puțin clar.
  • Folosirea argoului.
  • Teleologie și antropomorfism.

Drojdia este facultativ anaerobă, ceea ce înseamnă că fermentează numai în condiții anaerobe. În prezența lui O2, drojdia va efectua metabolism aerob. Colegul de cameră a lăsat găleată deschisă în aer, astfel încât drojdia va avea acces la o sursă continuă de O2. Cu O2, drojdia își va reumple NAD + prin transportul de electroni în mitocondrii. Alcool și CO2 (care produce carbonatare) sunt produse de calea de fermentație care are loc semnificativ numai în absența O2.

Drojdia este facultativ anaerobă, ceea ce înseamnă că fermentează numai în condiții anaerobe. În prezența lui O2, drojdia va efectua metabolism aerob. Colegul de cameră a lăsat găleată deschisă în aer, astfel încât drojdia va avea acces la o sursă continuă de O2. Cu O2, drojdia își va reface NAD + prin transportul de electroni în mitocondrii. Alcool și CO2 (care produce carbonatare) sunt produse de calea de fermentare care are loc semnificativ numai în absența O2.

Se adresează unei întrebări diferite.

Drojdia este facultativ anaerobă, ceea ce înseamnă că fermentează numai în condiții anaerobe. În prezența lui O2, drojdia va efectua metabolismul aerob. Colegul de cameră a lăsat găleată deschisă în aer, astfel încât drojdia va avea acces la o sursă continuă de O2. Cu O2, drojdia își va reumple NAD + prin transportul de electroni în mitocondrii. Drojdia efectuează următoarea reacție numai în condiții anaerobe.

  • Folosește o diagramă pentru a transmite informații.
  • Există un text adecvat pentru a aborda întrebarea.
  • Există doar o diagramă fără nicio explicație a modului în care aceasta se raportează la întrebare.
  • Instructorul rămâne să se întrebe dacă știți cum se leagă acest lucru cu întrebarea.

Copyright © 2001, Universitatea din Wisconsin-La Crosse și Consiliul de Regență al Universității din Wisconsin.


Fundamentele de inginerie ale biotehnologiei

2.40.2.2.2 Rata de absorbție a oxigenului

Într-o fermentație aerobă, sunt necesari 192 g de oxigen pentru a oxida complet 1 mol de glucoză (180 g) în CO2 si H2O. Aceasta înseamnă că 1,066 g-O2 se consumă pe gram de glucoză:

Glucoza substrat poate fi utilizată pentru formarea biomasei, întreținerea energiei și formarea produsului. Când biomasa se formează din glucoză, necesarul net de oxigen este decis de diferența de oxigen necesar pentru arderea biomasei (C5H7O2N, MW = 113, 1,42 g-O2 g-biomasă −1 ) și glucoză. De exemplu, randamentul de biomasă din glucoză este de 50%, 2,13 g-O2 este necesar, dar 1,42 g-O2 este salvat sub formă redusă în biomasă. Astfel, în acest proces, următoarea necesitate de oxigen nu este de 2,13 g, ci de 0,71 g.

Când NH3, un produs de degradare a proteinelor, este prezent într-o apă uzată, lucrurile devin mai complicate. NH 4 + este oxidat la NO 2 - și NO 3 - de Nitrosomonas și Nitrobacter și redus în continuare la N2 de la NO 2 - prin bacterii denitrificante. Reacția de nitrificare are nevoie de oxigen, dar cea din urmă denitrificare eliberează oxigen [105]. Astfel, este necesar să se urmărească teoretic oxidarea sau reducerea oricărui substrat sau producție și să se confirme OUR-ul net al oricăror reacții care implică microbi experimental.

Cu 8 mg de oxigen dizolvat în apă, 21% O2 în aer este în echilibru, raportul său pe litru este următorul:

Dacă o concentrație de glucoză în soluția de fermentare este de aproximativ 80 gl -1, raportul dintre glucoză și oxigen într-o soluție devine 10 000. Astfel, etapa de limitare a vitezei în fermentația aerobă va fi un aport de oxigen din aer, mai degrabă decât alimentarea cu glucoză. .

OUR al drojdiilor prin respirația glucozei sau a hidrocarburilor alifatice va urma ecuații stoichiometrice:

Tabelul 3 arată OUR specifice ale diferitelor microorganisme, densitățile celulare maxime raportate și OUR volumetric calculat. Două densități neobișnuit de mari de celule de 600 și 550 gl -1 provin din măsurători experimentale ale celulelor împachetate în volumul spațiului dintre cele două fibre goale: una din polipropilenă poroasă (PP) furnizează mediu lichid, iar celălalt tub de silicon furnizează oxigen pur din cavitatea dublă. -bioreactoare din fibre (DHFBR).

Tabelul 3. Densitățile celulare maxime în culturile imobilizate și în suspensie [16]

Celule microbiene, vegetale, animaleSpecificul nostru (mM O2 g −1 h −1)Densitatea celulelorOUR volumetric (mM O2 g −1 h −1)Observație
Escherichia coli (Chang și colab., 1986) [17] [18, 33, 32, 106] 10.8600 g l −1 6480 (5–90)Bacterii facultative
Saccharomyces cerevisiae8.0210 g l −1 1680Drojdie facultativă
Celulele aerobe6.6724,7 g l −1 165.2Cultura suspendării
Aspergillus niger (Chang și colab., 1986) [17] [18, 33, 32, 106] 3.0100 g l −1 300Ciuperci
Nocardia mediterranei (Chang și colab., 1986) [17] [18, 33, 32, 106] 3.0550 g l −1 1650Bacterii (Streptomyces)
celule CHO [39] 3,2 × 10 10 mM celulă -1 h -1 5 × 10 8 celule ml −1 160Celulele animale
Catharanthus roseus [116] 0.235 g l −1 7.0Celulele vegetale

Este posibil ca aceste celule cu densitate celulară ridicată să nu fie metabolice la fel de active ca cele ale celulelor vii sau celulelor în suspensie.


Reclamație DMCA

Dacă credeți că conținutul disponibil prin intermediul site-ului web (așa cum este definit în Termenii și condițiile noastre) încalcă unul sau mai multe drepturi de autor, vă rugăm să ne anunțați furnizând o notificare scrisă („Notificare de încălcare”) care conține informațiile descrise mai jos către persoana desemnată agent listat mai jos. Dacă Varsity Tutors ia măsuri ca răspuns la o notificare de încălcare, va face o încercare de bună-credință de a contacta partea care a pus la dispoziție un astfel de conținut prin intermediul celei mai recente adrese de e-mail, dacă există, furnizată de acea parte către Varsity Tutors.

Notificarea dvs. de încălcare poate fi transmisă părții care a pus la dispoziție conținutul sau unor terțe părți, cum ar fi ChillingEffects.org.

Vă rugăm să rețineți că veți fi răspunzător pentru daune (inclusiv costurile și onorariile avocaților) dacă declarați în mod eronat că un produs sau activitate vă încalcă drepturile de autor. Astfel, dacă nu sunteți sigur că conținutul localizat sau legat de site-ul web vă încalcă drepturile de autor, ar trebui să luați în considerare mai întâi contactarea unui avocat.

Urmați acești pași pentru a depune o notificare:

Trebuie să includeți următoarele:

O semnătură fizică sau electronică a proprietarului dreptului de autor sau a unei persoane autorizate să acționeze în numele său. detaliu pentru a permite profesorilor universitari să găsească și să identifice în mod pozitiv acel conținut, de exemplu, avem nevoie de un link către întrebarea specifică (nu doar numele întrebării) care conține conținutul și o descriere a părții specifice a întrebării - o imagine, o linkul, textul etc. – plângerea dumneavoastră se referă la numele, adresa, numărul dumneavoastră de telefon și adresa de e-mail și o declarație din partea dumneavoastră: (a) că credeți cu bună-credință că utilizarea conținutului despre care pretindeți că vă încalcă drepturile de autor este nu este autorizat de lege sau de deținătorul drepturilor de autor sau de un astfel de agent al proprietarului (b) că toate informațiile conținute în Notificarea dvs. de încălcare sunt exacte și (c) sub sancțiunea de sperjur, că sunteți fie proprietarul drepturilor de autor sau o persoană autorizată să acționeze în numele lor.

Trimiteți reclamația agentului nostru desemnat la:

Charles Cohn Varsity Tutors LLC
101 S. Hanley Rd, Suite 300
Louis, MO 63105


Factori care afectează rata respirației aerobe: 10 factori

Următoarele puncte evidențiază cei zece factori care afectează rata respirației aerobe. Factorii sunt: ​​(1) Condiții protoplasmatice (2) Temperatura (3) Aprovizionarea cu alimente oxidabile (4) Concentrația de oxigen din atmosferă (5) Concentrația de dioxid de carbon din atmosferă (6) Alimentarea cu apă (7) Lumina (8) Săruri anorganice (9) Leziuni și efectele stimulării mecanice și (10) Efectul diferitelor substanțe chimice.

Factorul # 1. Condiții protoplasmatice:

Țesuturile meristematice tinere în creștere activă au întotdeauna rate de respirație mai mari decât părțile mai vechi și mai mature. Proporția de protoplasmă, atât relativă, cât și absolută, este întotdeauna mai mare în celulele tinere în comparație cu celulele maturate, vacuolate. Se pare că există o relație directă între cantitatea de protoplasmă și ratele de respirație - cu cât este mai mare protoplasma, cu atât este mai mare rata de respirație. Hidratarea protoplasmei și cantitatea de enzime respiratorii ale mitocondriilor (se știe că apar toate enzimele ciclului respirator Krebs, în mito și shicondrie) sunt factori protoplasmatici importanți care contribuie la efectele obținute.

Factor # 2. Temperatura:

In anumite limite (0-45°C.) cresterea temperaturii duce la cresterea ratei respiratorii initiale. Peste 30 ° C., Rata respirației încetinește și scăderea peste optim poate fi posibilă din cauza inactivării progresive a enzimelor respiratorii. Alte cauze care ar putea contribui la această scădere și timiditate a frecvenței respirației pot include: (a) O2 s-ar putea să nu aibă acces la celulă suficient de rapid, (b) CO2 se poate acumula în concentrație toxică, (c) furnizarea de substrat respirator oxidabil poate fi inadecvată pentru a ține pasul cu ratele ridicate de respirație etc. La 0°C, rata de respirație scade foarte mult și în curând devine imperceptibilă, deși există unele înregistrări ale respirație măsurabilă chiar și la - 20 ° C. Scăderea respirației la temperaturi sub zero poate fi atribuită formării gheții și deshidratării consecutive a protoplasmei.

Coeficientul de temperatură (Q10) a respirației în intervalul de temperatură 0-35°C pare a fi de aproximativ 2,0 până la 2,5.

Factor # 3. Furnizarea de alimente oxidabile:

Creșterea conținutului de hrană solubilă, ușor disponibilă pentru utilizare ca substrat respirator, duce, în general, la o creștere a ratei de respirație până la un anumit punct când un alt factor devine limitativ.

Factor # 4. Concentrația de oxigen din atmosferă:

Luând în considerare mai întâi efectul concentrației de oxigen în amestecurile de gaze la N.T.P., întreaga gamă de concentrații de oxigen se încadrează în două divizii clare, un interval inferior, în care are loc respirația anaerobă și un interval superior, în care întregul volum de CO2 rezultate evoluate din respiraţia aerobă.

Intervalul inferior se extinde de la zero până la punctul de dispariție (în general aproximativ 4-5% oxigen) care, după cum știm, este acea concentrație de oxigen suficient de mare pentru a suprima complet componenta anaerobă. Gama superioară se extinde de la punctul de dispariție până la 100% oxigen.

În general, rata respirației este scăzută cu o concentrație de oxigen mai mică decât cea a aerului (21%), care scade foarte brusc la concentrația de oxigen mai mică de 5-10%.

Intoxicația cu oxigen, adică scăderea semnificativă a ratei respirației, a fost observată în multe țesuturi în O pur2, chiar la N.T.P. Acest efect inhibitor a fost observat și la mazărea verde când au fost expuși la oxigen pur care exercita o presiune de 5 atm. - rata respirației a scăzut rapid. Efectul de otrăvire a oxigenului a fost reversibil, dacă expunerea la presiune ridicată de oxigen nu a fost prea prelungită.

Relația dintre concentrația de oxigen și respirație are o implicație deosebit de importantă în creșterea rădăcinilor. Rădăcinile trebuie să respire energic dacă vor să crească și să preia minerale din sol prin absorbție activă. Respirația viguroasă a rădăcinii este posibilă numai dacă spațiul care înconjoară rădăcinile și firele de păr de rădăcină are o cantitate mare de oxigen. Atunci când rădăcinile sunt slab aerate ca în solurile grele sau îngropate în apă, creșterea plantei poate fi restricționată semnificativ.

Factor # 5. Concentrația de dioxid de carbon a atmosferei:

În general, cu cât este mai mare concentrația de CO2 din atmosferă, rata de respirație este mai mică. Acest fapt este folosit în depozitarea fructelor. Aer care conține 10% CO2 (în atmosferă este doar 0,03%) întârzie defecțiunea respiratorie și, prin urmare, reduce consumul de zahăr și, prin urmare, prelungește durata de viață a fructelor.

Cu toate acestea, conținutul de oxigen din aer trebuie menținut la fel de mare ca în mod normal pentru a preveni respirația anaerobă. Cu toate acestea, în unele țesuturi vegetale, rata respirației crește de fapt atunci când este expusă la o concentrație relativ mare de CO2. Se crede acum că efectul CO2-concentrarea asupra ratei de respirație este influențată nu numai de concentrația sa în mediu, ci depinde și de tipul de țesut și de perioada de expunere.

Factor # 6. Alimentare cu apă:

Creșterea procentului de umiditate duce la o creștere generală a ratei respirației. Această creștere este lentă la început, dar foarte rapidă mai târziu. Acest lucru se vede foarte clar în țesuturile multor xerofite. Pe măsură ce conținutul de apă al acestor plante este crescut, de multe ori nu există niciun efect imediat asupra ratei de respirație și timiditate, până când se atinge un anumit conținut de apă (care variază în funcție de țesut), după care rata de respirație arată o creștere rapidă. Pe de altă parte, variațiile minore ale conținutului de apă din celulele vegetale bine hidratate nu par să aibă o influență foarte mare asupra ratei respirației.

Factor # 7. Lumina:

Din câte știm, lumina nu are niciun efect direct asupra respirației decât în ​​ceea ce privește creșterea temperaturii care, cu siguranță, așa cum știm bine, influențează respirația. Efectul indirect al luminii asupra respirației este, desigur, imens deoarece numai în lumină sunt sintetizate substraturile respiratorii primare.

Această lumină nu are niciun efect direct asupra activității respiratorii a fost demonstrată la unele tulpini mutante de Chlorella care, deși sunt verzi, nu pot fotosinteza. Cu toate acestea, aceste alge cresc și respiră atunci când sunt furnizate cu o sursă adecvată de carbon. Rata de respirație și timiditate a acestor forme a fost în întregime neafectată de iluminare. Cu toate acestea, cu alga albastru-verde, Anabaena, s-a descoperit că rata respirației depinde de lumină, iar efectul a fost influențat și de O2-concentraţie.

Termenul de fotorespirație a atras multă atenție în ultimii ani. Se utilizează pentru a indica o activitate respiratorie crescută la lumină, indiferent de căile de respirație, prin care CO2 este eliberat și oxigenul consumat.

Unele plante, de exemplu, tutunul, dezvoltă CO2 când este luminat puternic în CO2- aer liber, în timp ce altele, de exemplu, porumbul, nu. Această respirație ușoară este stimulată de concentrația mare de oxigen a mediului. Răspunsurile diferite ale plantelor la temperatură sugerează, de asemenea, că această fotorespirație este diferită de respirația mitocondrială normală. Există dovezi puternice și pentru creșterea progresivă a fotorespirației cu intensități luminoase în creștere.

În plantele tropicale HSK (de exemplu, frunzele de trestie de zahăr), fotorespirația este foarte dificil de detectat, deoarece aceste specii sunt extrem de eficiente în fotosinteză. Comparativ cu aceste plante, speciile temperate, care fixează CO2 în primul rând, urmând ciclul clasic, au rate respiratorii foarte mari.

Factor # 8. Săruri anorganice:

Clorurile cationilor alcali ai Na și K, precum și cationii divalenți ai Li, Ca și Mg, cresc în general rata respirației măsurată prin cantitatea de CO2 a evoluat, deși există diferențe considerabile în efectele cationilor monovalenți și bivalenți. Cu cloruri monovalente de K și Na, ratele de respirație ridicate pot fi menținute timp de aproximativ 7-10 zile, în timp ce cu cloruri divalente de Li, Ca și Mg, rata crescută observată scade, în general, după aproximativ o zi. Rezultate similare se obțin cu NH4Cl dar în toate cazurile acest efect pare a fi tranzitoriu.

Ratele de respirație crescute tranzitorii la adăugarea de cloruri, în special de potasiu și sodiu, pot fi calculate ca respirație totală în săruri minus respirația la sol (respirația obișnuită), fără legătură cu absorbția de sare.Respirația la sol este în esență rezistentă la cianură, în timp ce respirația suplimentară datorată adaosului de sare sa dovedit a fi sensibilă la cianură - cianura 10 -4 M a abolit complet respirația crescută.

Această respirație îmbunătățită a fost denumită respirație sărată sau respirație anionică, care, potrivit lui Lundegardh, era direct legată de cantitatea totală de anion absorbită de celulele vegetale, mai degrabă decât de absorbția cationilor.

Factor # 9. Vătămarea și efectele stimulării mecanice:

Rănile sau rănile au ca rezultat aproape invariabil o creștere a ratei respirației. Semințele și sâmburii sparte și zbârcite au întotdeauna intensități de respirație mai mari decât semințele curate, intacte, de același tip și conținut de umiditate. Este posibil ca rata de respirație crescută asociată leziunii să fie parțial corelată cu o creștere a conținutului de zahăr, de fapt observată în celulele apropiate leziunii, care poate fi de până la 70% comparată cu părțile intacte. Această rată crescută de respirație după rănire nu este, totuși, menținută mai mult de 48-72 de ore.

Se observă o rată de respirație considerabil mai mare atunci când frunzele sunt atinse sau manipulate pentru prima dată și acest efect ar putea fi produs și prin mângâierea sau îndoirea frunzei printr-un aranjament mecanic. Posibilitatea ca stimularea mecanică să afecteze efectiv procesul de oxidare în sine este susținută de observația că stimularea mecanică nu are niciun efect asupra ritmului de respirație într-o atmosferă cu doar azot.

Efectul a două stimulări succesive cu un interval scurt între ele este interesant. Atât prima cât și a doua stimulare cresc rata de respirație, dar deși rata de respirație atinsă ca urmare a celei de-a doua stimulari poate fi de fapt mai mare decât vârful atins de prima stimulare, creșterea netă a ratei de respirație după a doua stimulare este întotdeauna mai mică decât aceea. rezultat din prima stimulare, dacă timpul dintre cele două stimulări este mai mic de trei zile. Este evident că sensibilitatea unui țesut la stimularea mecanică respira & shytory este redusă de o stimulare anterioară.

Factor # 10. Efectul diferitelor substanțe chimice:

Diferite substanțe chimice, cum ar fi clor și timid, eter, acetonă, morfină etc., cresc temporar ratele de respirație dacă sunt administrate în doze mici, dar dacă doza este mare, se observă o scădere rapidă a ratei respirației.


4.4 Fermentare

În respirația aerobă, acceptorul final de electroni este o moleculă de oxigen, O2. Dacă apare respirația aerobă, atunci ATP va fi produs folosind energia electronilor cu energie ridicată transportată de NADH sau FADH2 către lanțul de transport al electronilor. Dacă respirația aerobă nu are loc, NADH trebuie reoxidat la NAD + pentru reutilizare ca purtător de electroni pentru ca glicoliza să continue. Cum se face asta? Unele sisteme vii folosesc o moleculă organică ca acceptor final de electroni. Procesele care utilizează o moleculă organică pentru a regenera NAD + din NADH sunt denumite în mod colectiv fermentație. În schimb, unele sisteme vii folosesc o moleculă anorganică (alta decât oxigenul) ca acceptor final de electroni pentru a regenera NAD + ambele metode sunt anaerobe (nu necesită oxigen) pentru a realiza regenerarea NAD + și pentru a permite organismelor să convertească energia pentru utilizarea lor în absența oxigenului.

Fermentarea acidului lactic

Metoda de fermentare utilizată de animale și unele bacterii precum cele din iaurt este fermentarea cu acid lactic (Figura 4.16). Acest lucru se întâmplă în mod obișnuit la celulele roșii din sânge la mamifere și la mușchii scheletici care au un aport insuficient de oxigen pentru a permite respirației aerobe să continue (adică la mușchii utilizați până la oboseală). În mușchi, acidul lactic produs prin fermentare trebuie îndepărtat de circulația sângelui și adus în ficat pentru un metabolism suplimentar. Reacția chimică a fermentației acidului lactic este următoarea:

Enzima care catalizează această reacție este lactatul dehidrogenază. Reacția poate continua în ambele direcții, dar reacția de la stânga la dreapta este inhibată de condițiile acide. Această acumulare de acid lactic cauzează rigiditate musculară și oboseală. Odată ce acidul lactic a fost îndepărtat din mușchi și circulat în ficat, acesta poate fi transformat înapoi în acid piruvic și catabolizat în continuare pentru energie.

Conexiune vizuală

Tremetolul, o otravă metabolică găsită în planta rădăcinii de șarpe albă, previne metabolismul lactatului. Când vacile mănâncă această plantă, Tremetol este concentrat în lapte. Oamenii care consumă laptele se îmbolnăvesc. Simptomele acestei boli, care includ vărsături, dureri abdominale și tremurături, se înrăutățesc după efort. De ce crezi că acesta este cazul?

Fermentarea alcoolului

Un alt proces familiar de fermentare este fermentarea cu alcool (Figura 4.17), care produce etanol, un alcool. Reacția de fermentare a alcoolului este următoarea:

În prima reacție, o grupă carboxil este îndepărtată din acidul piruvic, eliberând dioxid de carbon ca gaz. Pierderea dioxidului de carbon reduce molecula cu un atom de carbon, producând acetaldehidă. A doua reacție elimină un electron din NADH, formând NAD + și producând etanol din acetaldehidă, care acceptă electronul. Fermentarea acidului piruvic de către drojdie produce etanolul găsit în băuturile alcoolice (Figura 4.18). Dacă dioxidul de carbon produs prin reacție nu este evacuat din camera de fermentație, de exemplu în bere și vinuri spumante, acesta rămâne dizolvat în mediu până la eliberarea presiunii. Etanolul peste 12 procente este toxic pentru drojdie, astfel încât nivelurile naturale de alcool din vin apar la maximum 12 procente.

Respirația celulară anaerobă

Anumite procariote, inclusiv unele specii de bacterii și Archaea, folosesc respirația anaerobă. De exemplu, grupul Archaea numit metanogen reduce dioxidul de carbon la metan pentru a oxida NADH. Aceste microorganisme se găsesc în sol și în tractul digestiv al rumegătoarelor, cum ar fi vacile și oile. În mod similar, bacteriile reducătoare de sulfat și Archaea, dintre care majoritatea sunt anaerobe (Figura 4.19), reduc sulfatul în hidrogen sulfurat pentru a regenera NAD + din NADH.

Conceptele în acțiune

Urmăriți acest videoclip pentru a vedea respirația celulară anaerobă în acțiune.

Alte metode de fermentare apar în bacterii. Multe procariote sunt facultativ anaerobe. Aceasta înseamnă că pot comuta între respirația aerobă și fermentare, în funcție de disponibilitatea oxigenului. Anumite procariote, cum ar fi Clostridii bacteriile, sunt anaerobe obligatorii. Anaerobii obligați trăiesc și cresc în absența oxigenului molecular. Oxigenul este o otravă pentru aceste microorganisme și le ucide la expunere. Trebuie remarcat faptul că toate formele de fermentare, cu excepția fermentării cu acid lactic, produc gaze. Producerea anumitor tipuri de gaze este utilizată ca indicator al fermentării anumitor carbohidrați, care joacă un rol în identificarea bacteriilor în laborator. Diferitele metode de fermentare sunt folosite de diferite organisme pentru a asigura o aprovizionare adecvată cu NAD + pentru a șasea etapă a glicolizei. Fără aceste căi, acel pas nu ar avea loc și nu ar fi recoltat ATP din defalcarea glucozei.

În calitate de asociat Amazon câștigăm din achizițiile eligibile.

Doriți să citați, să distribuiți sau să modificați această carte? Această carte este Creative Commons Attribution License 4.0 și trebuie să atribui OpenStax.

    Dacă redistribuiți integral sau parțial această carte într-un format tipărit, atunci trebuie să includeți pe fiecare pagină fizică următoarea atribuire:

  • Utilizați informațiile de mai jos pentru a genera o citare. Vă recomandăm să utilizați un instrument de citare precum acesta.
    • Autori: Samantha Fowler, Rebecca Roush, James Wise
    • Editor / site web: OpenStax
    • Titlul cărții: Concepts of Biology
    • Data publicării: 25 aprilie 2013
    • Locație: Houston, Texas
    • Adresa URL a cărții: https://openstax.org/books/concepts-biology/pages/1-introduction
    • Adresa URL a secțiunii: https://openstax.org/books/concepts-biology/pages/4-4-fermentation

    © 12 ianuarie 2021 OpenStax. Conținutul manualului produs de OpenStax este licențiat sub o licență Creative Commons Attribution License 4.0. Numele OpenStax, sigla OpenStax, copertele cărților OpenStax, numele OpenStax CNX și sigla OpenStax CNX nu sunt supuse licenței Creative Commons și nu pot fi reproduse fără consimțământul scris și prealabil al Universității Rice.


    Cum diferă fermentația și respirația anaerobă?

    Fermentarea și respirația anaerobă diferă deoarece, deși ambele încep cu glicoliza, fermentația nu se oprește cu produsul glicolizei, ci creează în schimb piruvatul și continuă pe același drum ca și respirația aerobă.

    Explicaţie:

    Adenozin trifosfat (ATP) este forma chimică a energiei. Există multe mecanisme diferite care pot transforma sursa de energie inițială în ATP. Cea mai eficientă cale este prin aerobic respirație, care necesită oxigen. Această metodă va oferi cel mai mult ATP pe sursă de energie de intrare. Cu toate acestea, dacă nu este disponibil oxigen, organismul trebuie să convertească energia folosind alte mijloace. Procesele care au loc fără oxigen sunt numite anaerob. Fermentaţie este o modalitate obișnuită prin care lucrurile vii continuă să producă ATP fără oxigen.

    ÎNȚELEGEREA FERMANTAȚIEI
    Respirație aerobică începe cu un proces numit glicoliză. În glicoliză, un carbohidrat (cum ar fi glucoza) se descompune și, după pierderea unor electroni, formează o moleculă numită piruvat. Dacă există o cantitate suficientă de oxigen sau, uneori, alte tipuri de acceptori de electroni, piruvatul trece apoi la următoarea parte a respirației aerobe. Procesul de glicoliză va face un câștig net de 2 ATP.

    Fermentaţie este în esență același proces. Glucidul se descompune, dar în loc să facă piruvat, produsul final este o moleculă diferită în funcție de tipul de fermentație. (din cauza lipsei de oxigen) La oameni În loc de piruvat, se formează acid lactic. Alergătorii pe distanțe lungi sunt familiarizați cu acidul lactic. Se poate acumula în mușchi și poate provoca crampe. Deoarece fermentația nu folosește lanțul de transport de electroni, nu este considerată un tip de respirație.

    ÎNȚELEGEREA RESPIRAȚIEI ANAEROBĂ
    Respirația anaerobă începe la fel ca respirația și fermentația aerobă. Primul pas este încă glicoliza și încă creează 2 ATP dintr-o moleculă de carbohidrați. Cu toate acestea, în loc să se termine doar cu produsul glicolizei, va crea piruvat și apoi va continua pe aceeași cale ca respirația aerobă.

    După producerea unei molecule numită acetil coenzima A, aceasta continuă în ciclul acidului citric. Se produc mai mulți purtători de electroni și apoi totul ajunge la lanțul de transport de electroni. Purtătorii de electroni depun electronii la începutul lanțului și apoi, printr-un proces numit chemiosmoza, . Dacă acceptorul final de electroni este oxigenul, procesul este considerat respirație aerobă. și, la fel ca multe tipuri de bacterii și alte microorganisme, pot folosi diferiți acceptori finali de electroni. Aceasta se numește respirație anaerobă.

    EVOLUŢIE
    Oamenii de știință cred că fermentația și respirația anaerobă sunt procese mai vechi decât respirația aerobă. Lipsa de oxigen din atmosfera timpurie a Pământului a făcut imposibilă la început respirația aerobă.


    BIOLOGIE NIVEL ORDINAR NOTE

    Respirația este necesară pentru a furniza organismelor energie care le ajută să se mențină, să se miște, să excrete, să crească și să se reproducă. Principala sursă de energie pentru organisme este energia radiantă din lumina soarelui. În timpul fotosintezei, plantele verzi transformă această energie în energie chimică care este stocată în alimentele organice (produse ale fotosintezei). Această energie chimică stocată este obținută prin organisme (animale) prin hrănirea cu plante verzi sau cu alte animale.

    CUM SE ELIBERA ACESTA ENERGIE CHIMICĂ DEPOZITATĂ DIN ALIMENTE?
    deoarece energia este blocată în moleculele alimentare organice, un organism va trebui să le oxideze. Acest proces de oxidare care are loc în interiorul fiecărei celule vii a animalelor (așa cum sunt plantele) se numește respirație.

    IMPORTANT:
    Când elevii au fost întrebați despre preconcepțiile lor despre respirație, concepția greșită a fost că respirația este considerată a fi un nume științific pentru respirație. NU. Total GREȘIT. Dar respirația ajută indirect, aducând oxigen în corpul dumneavoastră.

    DEFINIȚIA RESPIRULUI ÎN GENERAL:
    Respirația este oxidarea substanțelor alimentare (în principal glucoză) cu eliberarea de energie în celulele vii.

    Notă: Nu utilizați BURNING sau SPART. Rămâneți la OXIDARE. și este foarte important să vă amintiți că respirația are loc în celulele vii și unde în celule? MITOCHONDRIA.

    Respirația poate avea două forme: RESPIRAREA AEROBĂ și RESPIRAREA ANAEROBĂ.

    RESPIRAȚIE AEROBICĂ
    Respirația aerobă este definită ca oxidarea substanțelor alimentare în prezența oxigenului cu eliberarea unei cantități mari de energie și dioxid de carbon și apă ca produse reziduale.

    Respirația aerobă poate fi reprezentată de următoarea ecuație.

    C 6 H 12 O 6 + 6O 2 --> 6CO 2 + 6H 2 O + Energie

    Câtă energie? 17,1kJ / g de glucoză.

    Procesul prezentat de ecuația de mai sus implică multe reacții catalizate de enzime. Enzimele pentru fiecare dintre aceste reacții catalizate de enzime se găsesc în mitocondrii. Prin urmare, mitocondriile sunt importante în respirație. De fapt, este locul unde are loc respirația.

    • Sinteza proteinelor din aminoacizi
    • Diviziunea celulară și deci creșterea
    • Bătăile inimii
    • Mișcări respiratorii
    • Contracțiile musculare
    • Transportul activ (absorbția glucozei și a aminoacizilor de către vilozități în intestinul subțire se face prin transport activ. La fel și absorbția sărurilor minerale de către celulele părului rădăcinii)
    • Transmiterea impulsurilor nervoase

    RESPIRAȚIA ANAEROBĂ
    Respirația anaerobă este definită ca oxidarea substanțelor alimentare în absența oxigenului cu eliberarea unei cantități mici de energie.

    RESPIRAȚIA ANAEROBĂ ÎN Drojdii (FERMENTARE)
    Drojdia este un fel de ciuperci folosite la fabricarea pâinii. Celulele de drojdie oxidează glucoza în timpul frementării. Produsele sunt etanolul, care este un alcool. Din acest motiv, respirația anaerobă este drojdia, numită și fermentație alcoolică. Respirația anaerobă este drojdie poate fi reprezentată prin următoarea ecuație:

    C 6 H 12 O 6 -> 2C 2 H 5 OH + 2CO 2 + Energie

    Câtă energie se eliberează? 1,17 kJ/g glucoză.

    Se eliberează mai puțină energie, deoarece molecula de alcool este relativ mare și conține în continuare o cantitate conisderabilă de energie chimică. Cantitatea mică de energie eliberată este suficientă doar pentru ca drojdia să supraviețuiască.

    (Notă: dioxidul de carbon produs ca deșeuri ajută de fapt la creșterea aluatului de pâine, făcând astfel pâinea pufoasă)

    (Notă: vinul este, de asemenea, făcut în mod similar. Glucoza din struguri este oxidată în același mod)

    RESPIRAȚIA ANAEROBĂ LA MUSCHI
    În mod normal, celulele musculare respiră aerob (folosind oxigen gazos). Dar, în anumite circumstanțe, în care oxigenul nu este disponibil pentru o perioadă foarte scurtă de timp, aceste celule trebuie să respire anaerob (fără oxigen gazos). Acest lucru se întâmplă de obicei în timpul unui exercițiu viguros sau intens, cum ar fi sprintul într-o cursă de 100 m.


    Top 16 experimente privind respirația la plante (cu diagramă)

    Următoarele puncte evidențiază primele șaisprezece experimente privind respirația la plante. Unele dintre experimente sunt: ​​1. Demonstrarea respirației aerobe la plante 2. Demonstrarea respirației anaerobe 3. Demonstrarea fermentației alcoolice 4. Determinarea ratei de respirație 5. Compararea ratei de respirație în diferite părți ale plantelor și altele.

    Experimentul #1

    Demonstrarea respirației aerobe la plante:

    Respirația aerobă la plante poate fi dovedită experimental cu ajutorul unui aparat simplu, cum ar fi:

    (i) Respiroscop care constă în esență dintr-un tub vertical robust care este îndoit într-un bec la un capăt (Figura 19a) sau

    (ii) Cu ajutorul unui balon cu gât lung, cu fund rotund, prevăzut cu un dop de plută perforat central la gura prin care trece un tub de sticlă (Figura 19b).

    Respectoscopul sau balonul inversat este fixat vertical pe un suport și câteva semințe de gram germinate sau petale de flori sunt plasate în bulbul respectiv sau în balonul inversat înfundat cu bumbac la bază tubul vertical al respiroscopului sau balonul inversat este scufundat chiar sub suprafața apei sau a mercurului într-un pahar.

    Câteva pelete de potasiu caustic (KOH) sunt introduse în porțiunea îndoită a respiroscopului sau în gâtul lung al balonului cu fund rotund și ținute în poziție cu vată de bumbac strânsă. Trebuie avut grijă ca materialele respiratorii și peleții de KOH să nu intre. a lua legatura.

    Trebuie luate măsuri de precauție pentru ca capătul liber al tubului să nu atingă fundul apei sau al jgheabului cu mercur. Fitingurile trebuie să fie etanșe la aer pentru a evita scurgerile.

    Aparatul este lăsat să stea câteva ore când se vede că apa sau mercurul au crescut în tubul vertical al aparatului, dovedind producerea vidului parțial.

    Datorită respirației semințelor germinante sau a petalelor de flori CO2 a fost eliberat care este absorbit imediat de peletele KOH. Astfel, vidul parțial produs de absorbția de O2 de materialul de respirație nu a putut fi umplut de CO eliberat2. Prin urmare, apa sau mercurul sunt atrase în sus în tub.

    Experiment # 2

    Demonstrația respirației anaerobe:

    Câteva semințe de gram germinate sunt luate într-o eprubetă care este complet umplută cu mercur și apoi este inversată chiar sub suprafața mercurului într-un jgheab. Apoi este ținut vertical cu o clemă și suport (Figura 20).

    Observarea din când în când arată că în eprubetă se formează un gaz prin deplasarea mercurului în eprubetă. Câteva pelete KOH sunt introduse prin capătul deschis al eprubetei atunci când mercurul se ridică din nou umplând eprubeta.

    Aici respirația semințelor germinate are loc în absența completă a O2 alimentarea și gazul produs este CO2 după cum demonstrează absorbția sa de către KOH. Acest lucru dovedește că a avut loc respirația anaerobă.

    Experimentul nr. 3

    Demonstrație de fermentație alcoolică:

    Un tub de fermentație sau vas Kuhne & # 8217s (Figura 21) este umplut cu soluție de zaharoză 10% și amestecat cu o cantitate mică de drojdie Baker & # 8217s sau cu câțiva mililitri de suspensie a celulelor de drojdie. Capătul deschis al aparatului este înfundat cu vată.

    Apariția fermentației sau a respirației anaerobe și colectarea CO2 se observă gaz în brațul din spate al tubului Kuhne’s. Când vata este îndepărtată, poate fi perceput miros de alcool.

    În fermentația alcoolică solnul de zahăr și drojdie. descompus în alcool și dioxid de carbon eliberând o anumită cantitate de energie. Enzima, & # 8216zymase complex & # 8217 prezentă în drojdie provoacă această reacție printr-o serie de pași. Fermentarea alcoolică are loc în absența oxigenului atmosferic. Prin urmare, este un proces anaerob.

    Experimentul #4

    Determinarea ratei de respirație:

    Rata de respiratie si shypiration poate fi masurata cu ajutorul respirometrului Ganong & # 8217s (Figura 22).

    Descriere și experiment:

    Aparatul este format din trei părți ale nivelului tubului:

    (i) Becul pentru materialul res­piring care se termină cu 10% KOH câștigă un bec mai mic în partea de jos. Becul mai mare este prevăzut cu un dop care are o gaură laterală, prin care se poate face conștiința atmosferică și shynection prin rotirea dopului,

    (ii) Un manometru gradat prevăzut cu bec și

    (iii) Un tub de nivelare conectat cu tubul manometru prin tuburi de cauciuc. Întregul aparat este prins pe un suport.

    Doi ml de material respirator (măsurat prin deplasarea apei), cum ar fi semințe germinate sau petale de flori, sunt plasate în bulbul mai mare al respirometrului. O soluție 10% de KOH este luată în tubul manometrului. La începutul experimentului, aerul din jurul materialului este adus la presiunea atmosferică prin rotirea dopului becului până când gaura acestuia coincide cu cea a gâtului becului.

    Nivelarea tubului rezervorului din dreapta este atât de ajustată încât soluția KOH din tub se află la semnul de 100 ml în partea de jos a manometrului. Doi ml de material respirator este acum înconjurat de 100 ml de aer. Experimentul este început prin rotirea dopului de sticlă în partea de sus și astfel întreruperea conexiunii cu aerul atmosferic.

    Deoarece respirația are loc într-un spațiu închis, soluția din tubul manometrului crește treptat. Citirea trebuie efectuată până la 80 ml, adică până la 20 ml volum (deoarece oxigenul atmosferic este de 20%) la un interval de 10 minute, aducând de fiecare dată lichidul în ambele tuburi la același nivel, adică lichidul din tubul închis este adus sub presiune atmosferică.

    Rezultatele sunt exprimate ca mililitri de CO2 evoluat pe minut de materialul respirator dat.

    CO eliberat2, la contactul cu soluția de KOH, este absorbit de aceasta, se consumă oxigen și, ca rezultat, soluția de KOH se ridică în tubul manometrului. Viteza de creștere a soluției de KOH este luată ca măsură a ratei respirației aerobe în termeni de volum de O2 consumat pe unitatea de timp la 2 ml de material de respirație.

    O cincime din volumul de atmosferă și aer shypheric este O2. Prin urmare, din 100 ml de aer închis în respirometru există 20 ml de O2. Prin urmare, citirea trebuie luată până la creșterea volumului cu 20 ml de soluție de KOH. După aceea va începe respirația anaerobă.

    Experiment # 5

    Comparația ratei de respirație în diferite părți ale plantei:

    Mugurii de flori, rădăcinile și frunzele unei plante erbacee adecvate sunt colectate 2 ml din fiecare este măsurată prin deplasarea apei și plasate în bulbii a trei respirometre Ganong și # 8217 diferite. Rata respirației este măsurată în fiecare caz după Expt. 4.

    Volumul de CO2 evoluat la un interval de 10 minute se înregistrează în fiecare caz, iar ratele de respirație sunt reprezentate grafic pentru fiecare probă de material vegetal și comparate.

    Rata respirației este întotdeauna mai mare la țesuturile meristematice mai tinere în creștere activă decât la părțile mai vechi și mature. Există o relație directă între cantitatea de protoplasmă și rata respirației cu cât este mai mare protoplamă, cu atât este mai mare rata de respirație.

    Hidratarea protoplasmei și cantitatea de enzime respiratorii sunt tot mai mari în celulele tinere în comparație cu celulele mature și vacuolate. Prin urmare, frecvența respiratorie este întotdeauna mai mare la celulele tinere, care sunt bogate în protoplasmă.

    Respirația viguroasă a rădăcinii are loc dacă spațiul care înconjoară rădăcinile și firele de păr din rădăcină are o cantitate mare de oxigen. În această experiență și timiditate, rata de respirație maximă este de așteptat în cazul mugurilor de flori decât în ​​rădăcini și frunze.

    N.B. Acest experiment poate fi efectuat și cu diferite tipuri de semințe (amidonoase, proteice și grase).

    Experimentul nr. 6

    Estimarea cantitativă a CO2 A evoluat în timpul respirației:

    (a) Prin microrespirometrul cu volum constant al lui Barcroft-Warburg:

    eu. Principiu și descriere:

    O metodă convenabilă de măsurare a respirației țesuturilor în cantități mici a fost dezvoltată de Warburg (1926).

    Țesutul a cărui respirație urmează să fie măsurată este plasat într-un recipient închis, cu un manometru atașat, care înregistrează modificările presiunii gazului ca urmare a consumului de oxigen sau a producției de dioxid de carbon.

    Aparatul este prezentat în Figura 23. Fiecare respirometru este format din două părți principale, un balon de sticlă f și un manometru m, separabil la o îmbinare de sticlă măcinată j. Țesutul este plasat în balon f. Când trebuie măsurat doar consumul de oxigen, Ba (OH)2 sau se adaugă soluție de NaOH în godeul w din centrul balonului.

    Dar atunci când se măsoară atât oxigenul consumat, cât și dioxidul de carbon produs, o soluție de HCL este plasată în brațul lateral a cu gât n oprit, în plus față de alcalii din w.

    Lichidul de manometru este conținut într-un bec de cauciuc b și poate fi adăugat sau extras din manometru prin reglarea șuruburilor. Acest lucru vă permite să reveniți partea dreaptă a manomei și timidului la punctul de plecare în timpul efectuării unei citiri și, de asemenea, să citiți presiunea pe brațul stâng al aparatului la volum constant.

    O oglindă în spatele manometrului reduce paralaxa în citire. Manometrul este prevăzut cu un robinet t în două sensuri la capătul închis. Camera de reacție se menține într-o baie de temperatură constantă. Întregul apa­ratus este agitat pentru a facilita schimbul de gaze și echilibrul temperaturii.

    Este necesar să se cunoască volumul aparatului, inclusiv manometrul la fluidul manometrului, pentru a calcula volumele de gaz din modificările de presiune. Manometrul este detașat și umplut cu mercur curat de la marcajul de 15 cm până la un punct marcat la aproximativ 2 cm deasupra conexiunii balonului.

    Acum, mercurul este turnat într-un pahar și camera de reacție uscată f este umplută cu mercur curat până când se ridică doar la punctul marcat de pe manometru atunci când manometrul și balonul sunt conectate.

    Acest mercur este colectat într-un pahar și se determină temperatura și greutatea metalului. Greutatea mercurului în miligrame împărțită la densitatea sa la temperatura observată dă volumul aparatului în milimetri cubi.

    Soluția Brodie (23gm NaCL, 5gm colat de sodiu, 500 ml apă, 5 picături concentrat de timol în alcool, ca conservant și câteva cristale de roșu neutru la culoare) este utilizată în manometru pentru a crește sensibilitatea citirilor și pentru a evita lipirea și alte dificultăți. Această soluție are o densitate de 1,0336 și oferă o presiune manometrică a unei atmosfere (760 mm Hg) la 10.000 mm.

    Dacă pe lângă aceste două valori, volumul aparatului și înălțimea barometrică normală a fluidului manometrului, se cunoaște temperatura, volumul materialului a cărui respirație se măsoară, volumul fluidelor (apă, NaOH etc. ) adăugată în camera de reacție, iar solubilitatea gazului fiind măsurată în aceste lichide conținute, modificarea volumului gazelor conținute în milimetri cubi în condiții standard poate fi calculată cu ecuația

    unde X este volumul de gaz absorbit (- X) sau evoluat (+ X) în milimetri cubi (mm cubi) la temperatura și presiunea standard h este citirea manometrului în milimetri (citirea brațului stâng minus dreapta) Vg este valoarea liberă volumul de gaz în balon și manometru la fluidul manometrului (volumul total al aparatului minus volumul de probă, lichide etc., adăugat la camera de reacție) T este temperatura absolută a apei din jurul balonului de reacție dacă este volumul tuturor fluidelor din balon. pe care gazul măsurat ar putea să-l rezolve (de obicei nu include volumul probelor solide) a este coeficientul Bunsen al solubilității gazului măsurat în fluidele conținute la temperatura T (a se vedea mai jos) trebuie remarcat faptul că Vf xa dă volumul de gaz dizolvat și că acesta este adăugat la gazul liber (Vg) pentru a da volumul total Po este presiunea normală în ceea ce privește fluidul manometrului (pentru soluția Brodie 10.000 mm).

    În termenii cei mai simpli, ecuația afirmă că modificarea volumului gazului în timpul experimentului este egală cu variația fracțională a presiunii h / Po de volumul total al gazului Vg, cu corecții pentru temperatură și solubilitatea gazului în fluidele prezente. .

    Ecuația de mai sus presupune că presiunea barometrică, temperatura și presiunea de vapori a lichidelor conținute rămân constante în timpul experimentului și, prin urmare, se anulează.

    În practică, sensibilitatea mare a manometrului face necesară instalarea unui aparat cu lichide, dar fără probă, și corectarea citirilor experimentale prin modificările din manometrul acestui aparat gol, care se datorează temperaturii sau variații barometrice pe parcursul experimentului.

    Această metodă este cea mai potrivită pentru măsurarea respirației unei cantități minime de material de respirație. Rezervorul b al manometrului este umplut cu soluție Brodie. 1 ml de material respirator este plasat în partea exterioară a balonului f 0,2 până la 0,4 ml de CO2 soluția liberă de KOH 2N se ia în cupa centrală w și 0,3 până la 0,6 ml HCL 2,5 N în brațul lateral a.

    Conexiunile manometrului sunt unse ușor, dar uniform. Balonul este fixat în loc cu arcuri sau benzi de cauciuc menținând robinetul t deschis. Temperatura băii de apă este menținută constantă la 30 ° C.

    Dacă numai O2 consumul trebuie măsurat, HGL este omis de pe brațul lateral și una sau mai multe probe sunt așezate după cum se dorește în diferite baloane. Dacă ambele O2 și CO2 urmează să fie măsurate pentru a obține RQ, HCL este inclus în brațul lateral și toate experimentele sunt configurate în duplicat. În ambele cazuri, un balon este instalat cu o probă, dar cu KOH și alt fluid pentru a servi ca termo-barometru.

    Robinetul t este lăsat deschis. Manometrele și baloanele asamblate sunt introduse în baia de apă și agitate timp de 15 minute pentru a atinge echilibrul de temperatură. Acum, cu șurub, brațul drept al manometrelor este reglat la 250 de puncte pentru care sunt calibrate (150 până la 250 mm), robinetele sunt închise și timpul este înregistrat ca început al experienței.

    Când CO2 producția trebuie măsurată, balonul duplicat pentru fiecare probă este îndepărtat rapid, un deget este ținut strâns peste capătul deschis al manometrului pentru a preveni suflarea lichidului manometru sau aspirat în balon, balonul este înclinat pentru a amesteca KOH și soluții HCL bine din cupa w și brațul a.

    Aceste baloane sunt returnate în baie, manometrul este eliberat cu grijă, agitat timp de 5 până la 8 minute și se înregistrează citirea manometrului. Acest lucru este corectat prin modificări ale termo-barometrului, ca CO2 prezent sau produs înainte de timpul experimental.

    Baloanele rămase sunt agitate pentru 100 până la 130 de oscilații pe minut timp de o oră sau mai mult. Citiri intermediare pentru O2 consumul se poate face după cum se dorește prin oprirea agitatorului și ajustând brațele drepte ale manometrelor la punctul inițial și înregistrând citirile manometrului, inclusiv cele ale termobarometrului.

    La sfârșitul experimentului, O total2 consumul este înregistrat și absorbit de CO2 se eliberează prin metoda utilizată pentru probele de control având grijă să protejeze fluidul manometrului împotriva modificărilor de presiune și să aducă gazele la temperatura băii de apă cu agitare puternică înainte de a citi CO2 presiune.

    Schimbarea presiunii la amestecarea KOH și HCL oferă citirea & # 8216h & # 8217 pentru CO2. Partea dreaptă a brațului mano & shymeter este întotdeauna readusă la setarea inițială înainte de a efectua o citire, deoarece toate calculele se bazează pe un volum constant de gaz în aparat. Presiunea termo-barometrului este întotdeauna înregistrată odată cu fiecare citire.

    Termenii corespunzători sunt înlocuiți în ecuație

    Gazul absorbit sau evoluat se calculează în cu. mm sau în ml per gram de țesut uscat pe oră. Valoarea Vg variază în funcție de balon și de volumul probelor adăugate sau al altor fluide.

    Volumul culturilor bacteriene și al soluției de KOH și HCL se obține prin pipetarea volumului de semințe, țesuturi etc., prin deplasare. Vf este de obicei volumul probei și altor fluide pentru culturile bacteriene, dar nu include volumul țesutului semințelor.

    În experimentele în care se rulează un volum constant de probă la temperatură constantă, valoarea cantității dintre paranteze rămâne constantă și i se poate atribui o valoare K (constantă balonului), astfel încât ecuația să devină X = AK, în care se calculează K. pentru fiecare balon la fiecare temperatură.

    Rezultatul poate fi exprimat în mg prin înmulțirea volumului de CO2 în ml după densitatea CO2 la o anumită temperatură și presiune.

    Efectele temperaturii sau ale altor factori asupra respirației și RQ-ului semințelor și țesuturilor plantelor pot fi măsurate cu ajutorul acestui aparat.

    (b) Prin metoda curentului gazos de CO2 a lui Pettenkoffer2 Principiul de estimare și descrierea aparatului:

    Principiul acestei metode este că CO2 eliberat de țesutul respirator este îndepărtat din camera sa împreună cu CO2 flux de gaz liber și absorbit în barita (soluție de hidroxid de bariu) luat în tubul lui Pettenkoffer pentru a forma carbonat de bariu.

    Acesta este apoi titrat de un acid standard (HCL) pentru a-și cunoaște CO2 conţinut. CO2 Aerul liber este aspirat printr-un sistem așa cum se arată în Figura 24.

    La extrema stângă există un turn de var de sodă care conține var de sodă pentru absorbția CO2 a aerului care intră prin deschiderea sa de la gură. Capătul turnului este prevăzut cu un tub prin care CO2 aerul liber trece într-un tub U care conține soluție KOH (30%).

    Tubul în U, la rândul său, este conectat cu un alt turn care conține apă de var sau B(OH)2 solutie care este conectata la camera de respiratie prin intermediul unui tub. Camera de respirație este din nou conectată la un capăt al tubului Pettenkoffer așezat orizontal & # 8217s conținând 50 ml de standard N / 10 B (OH)2 soluție (8-567gm / litru).

    Celălalt capăt al acestui tub este conectat la un aspirator sau la o pompă de aspirație. Astfel, la aplicarea aspirației la extrema dreaptă, curentul de aer pătrunde în sistemul de turnuri și tuburi prin orificiul de admisie din partea superioară a turnului de soda de var.

    Un jgheab de mercur poate fi introdus între tuburile lui Pettenkoffer și aspirator pentru a regla fluxul de aer. Toate conexiunile trebuie să fie etanșe.

    La începutul experimentului, cantitatea cântărită de țesut vegetal este preluată în camera de respirație. Toate turnurile și tuburile Petten­koffer’s sunt conectate așa cum este descris și făcute etanș. Intrările tubului KOH și turnului barita trebuie să fie scufundate în soluție, dar tuburile de ieșire trebuie să rămână cu mult deasupra suprafeței soluției.

    Acum este pornit aspiratorul sau pompa de aspirație. Aerul este aspirat prin capătul tubului Pettenkoffer & # 8217s la capătul aspiratorului, provocând aerul să bule în soluția de barită conținută în tubul Pettenkoffer & # 8217s prin camera de respirație și alte turnuri succesiv.

    Astfel, aerul trece mai întâi prin turnul de soda de var și apoi prin tubul KOH și turnul barita, devenind astfel complet liber de CO2. Acest CO2 aer liber care conține O2 vine în contact cu țesutul vegetal din camera de respirație și respirația aerobă are loc în urma căreia CO2 este evoluat.

    Acest CO2 produs de țesutul vegetal în timpul respirației aerobe, apoi trece prin soluția standard de barita a tubului Pettenkoffer și este complet absorbit de acesta formând BaCO3.

    După ce ați permis respirația pentru un anumit timp, tubul Pettenkoffer & # 8217s este scos și excesul de barită este titrat împotriva HCl standard N / 10 folosind fenolftaleină ca indicator pentru a estima cantitatea de CO2 din următoarele relații.

    Barita și BaCO3 soluția tubului Pettenkoffer & # 8217s este transferată cantitativ într-un balon, se adaugă o picătură sau două soluții de fenolf și shythalein și se titrează împotriva N / 10 HCL până când culoarea roz este doar descărcată.

    Aceasta dă volumul de Ba rezidual (HO)2 (neutilizat de CO2 format). Această valoare de titrare se scade din valoarea de titrare a probei proaspete de 50 ml de Ba (OH)2 soluție și greutate de CO2 eliberat în respirație se calculează din următoarea ecuație:

    Unde Vis diferența dintre valorile martor și cele experimentale de titrare în mililitri, N este normalitatea acidului utilizat la titrare și 22 este greutatea echivalentă a CO2 în BaCO3. Deoarece greutatea moleculară a CO2 este 44 și este absorbit de Ba (OH)2 ca H2CO3 greutatea echivalentă se calculează împărțind greutatea moleculară la 2.

    Această metodă numită uneori metoda & # 8220gas-stream & # 8221, are avantajul de precizie și comoditate și de a permite un studiu al materialului celulei pe o perioadă nedeterminată în condiții constante.

    Aici CO2 randamentul se obține în miligrame, rezultatul poate fi împărțit la mii și la șaie pentru a da grame sau împărțit la 1-977 (densitatea de CO2) pentru a schimba în ml de CO2 la 0 ° C și 760 mm. Hg. Trebuie remarcat faptul că CO2 este calculat direct, mai degrabă decât ca acidul carbonic care este de fapt măsurat.

    Experiment # 7

    Determinarea cotațiilor respiratorii (RQ) de către Ganong & # 8217s Respirometru:

    Din acest experiment, volumul de CO2 a evoluat și O2 consumate în timpul respirației aerobe pot fi obținute direct și RQ, adică (volumul de CO2/ volumul de O2) pot fi calculate.

    Experimentul poate fi efectuat în mod convenabil cu respirometrul lui Ganong descris în Expt. 4. Tubul manometrului și rezervorul sunt umplute cu soluție de saramură (soluție saturată de NaCI) și prin ajustarea rezervorului, suprafața soluției de saramură este adusă la 100 ml marca manometrului.

    Cantitățile egale cântărite (2 ml) de țesuturi al căror RQ urmează să fie determinat sunt luate în becurile a două tipuri similare de respirometru Ganong & # 8217s. În becul unui respirometru se păstrează împreună cu țesutul 1 ml soluție KOH 40% conținută într-un flacon mic.

    Trebuie notat volumul total de țesut plus soluție de KOH plus flacon (să fie k ml). Celălalt respirometru conține doar țesut în bulb și se notează volumul acestuia (să fie t ml). Acum, aerul din interiorul becului este adus la presiunea atmosferică prin rotirea dopului.

    Nivelul soluției de saramură este adus la marcajul de 100 ml din partea de jos a manometrului. Acest lucru se face atât în ​​respirometre, cât și conexiunea cu aerul exterior este întreruptă prin rotirea dopurilor. Acum, becul și tubul manometrului până la nivelul soluției de saramură conțin un volum definit de aer având 20% 02 și 0,03% CO2 în medie.

    Setarea este plasată în întuneric sau acoperită cu hârtie neagră pentru o anumită perioadă de timp (să zicem două ore) și se observă orice modificare a citirii nivelului de saramură. Volumul de aer în cazul respirometrului care conține numai țesut vegetal este de 100 - t și înmulțit cu 20/100 dă volumul de O2 în acest aer.

    În mod similar, volumul de aer în cazul respirometrului care conține flaconul KOH și a țesutului vegetal este de 100 —k și acest înmulțit cu 20/100 dă O2 în această atmosferă închisă.

    În timpul în care se păstrează configurația, respirația are loc în țesuturile ambelor respirometre prin absorbția O2 și oferind CO2. În respirometrul care conține KOH via), CO2 eliberat este absorbit de soluția de KOH, dar acest lucru nu se întâmplă în respirometru fără KOH3. Prin urmare, nivelul saramurii crește în respirometru cu KOH și fie crește sau cade, fie rămâne staționar în respirometru fără KOH.

    În respirometrul care conține KOH, CO2 este absorbit reducând presiunea în tubul manometru și nivelul saramurii crește deoarece O2 a fost epuizat de țesut. Cu cât mai mult O2 este epuizat, cu atât crește nivelul saramurului.

    Acum, prin reglarea rezervorului, nivelul saramurii este adus la același nivel în ambele brațe, aducând astfel volumul de aer din tubul manometrului în presiunea atmosferică. În acest stadiu se observă nivelul saramurii din tubul manometru și diferența dintre citirile inițiale finale aride dă volumul de O2 utilizat de țesut (să fie x ml).

    Acum, într-un respirometru fără KOH, O2 este, de asemenea, epuizat pentru a da CO2. Dar în acest caz CO2 nu este absorbit deoarece KOH nu este prezent. Dacă CO2acordat este mai mic decât O2 utilizat (când grăsimea este un substrat) nivelul saramurului va crește în tubul manometrului.

    Dacă CO2 dat este mai mult decât O2 utilizat (când acidul este un substrat) nivelul saramurii va cădea în tubul manometrului și când CO2 acordat este egal cu O2 epuizat (când carbohidrații sunt un substrat), nivelul saramurii rămâne staționar. Înainte de a efectua citiri, nivelul saramurii este ajustat la același nivel în ambele brațe.

    Diferența dintre citirile finale și inițiale dă schimbul net de gaz care a avut loc (să fie y ml). Dacă creșterea nivelului de saramură în sus este considerată o modificare negativă și scăderea nivelului de saramură în jos este considerată o modificare pozitivă, volumul de CO2 evoluat va fi (x - y) ml când nivelul saramurii crește și (x + y) ml când nivelul saramurii scade. De asemenea, poate rămâne staționar atunci când RQ este unitate.

    Unitate atunci când nivelul saramurii din respirometru fără KOH rămâne staționar indicând faptul că substratul respirator este carbohidrat.

    În acest mod poate fi calculată RQ pentru orice țesut dat. Este de remarcat în special că volumul de aer închis din interiorul becului și al manometrului ar trebui să fie egale în ambele cazuri. Respirometrele trebuie să aibă aceeași dimensiune și volum și trebuie luate volume egale de țesut în fiecare caz.

    Deoarece flaconul KOH este păstrat într-un singur bec, un flacon similar conținând cantitate egală de soluție de saramură poate fi păstrat în celălalt bec, astfel încât același volum de aer să fie prezent în ambele becuri. Temperatura afectează foarte mult volumul de gaze și, prin urmare, ambele respirometre trebuie plasate la aceeași temperatură.

    Experiment # 8

    Demonstrarea eliberării energiei termice în timpul respirației:

    Se iau trei baloane termos. Unul conține semințe înmuiate în apă, al doilea semințe uscate și al treilea semințe fierte (moarte) și toate loturile sunt de greutate egală. Gurile termo-baloanelor sunt dopate prin care trece un termometru în fiecare balon, astfel încât becul termometrului să rămână în semințe. Baloanele sunt lăsate timp de 24 de ore.

    Creșterea temperaturii se observă în toate cazurile.

    Creșterea temperaturii baloanelor care conțin semințe înmuiate indică faptul că se produce căldură în timpul respirației semințelor. Tempe și shyrature rămân aproape neschimbate în semințele uscate și complet neschimbate în cazul semințelor fierte. Acest lucru se datorează faptului că respirația semințelor uscate este aproape neglijabilă și în cazul semințelor fierte zero.

    N.B. Evaluarea matematică a pierderii de căldură în timpul respirației unui gram mol de glucoză este următoarea. Fiecare mol de ATP format din ADP și fosfat necesită aproximativ 12 K. Cal. de energie. Dar arderea completă sau oxidarea chimică a unui mol de glucoză produce 684 K. Cal. de energie sub formă de căldură. Prin urmare, 684—456 = 228 K. Cal. se pierde ca energie termică. Astfel în respirația aerobă a fiecărui mol de glucoză aproximativ = 67% energie din fiecare mol de glucoză este transportată în 38 de mol de ATP. Aceasta se numește „eficiența de conservare a energiei” și # 8221 în respirația aerobă.

    Experiment # 9

    Demonstrarea pierderii în greutate în respirație:

    Aproximativ 50 de semințe sunt sterilizate la suprafață cu 1% HgCL2, spălate bine și 5 astfel de semințe se pun separat în zece petridishe care conțin hârtie de filtru înmuiată. Pertidishurile sunt păstrate în întuneric și semințele sunt lăsate să germineze. Greutățile proaspete și uscate ale fiecărui lot de răsaduri sunt luate în fiecare zi alternativă.

    Pierderea procentuală în greutate uscată este calculată în fiecare caz și rezultatele sunt reprezentate grafic luând pierderea în greutate ca ordonată și zilele ca abscisă.

    Respirația este un proces catabolic care are loc prin descompunerea carbohidraților depozitați și eliberarea de CO2, H2O și energie. Deoarece răsadurile sunt cultivate în întuneric, procesul anabolic, adică fotosinteza, nu poate avea loc și, ca urmare, pierderea în greutate are loc pe măsură ce plantele cresc.

    Experimentul #10

    Efectul ranilor asupra respiratiei:

    Experimentul poate fi efectuat în mod convenabil fie cu metoda lui Warburg, fie cu metoda lui Pettenkoffer. Două loturi de tuberculi de cartofi sunt luate, un lot este puțin mai mare decât celălalt.

    Cartofii mai mari sunt decojiți și suprafața este comparabilă cu celălalt lot. Aproximativ greutățile egale ale acestor două loturi sunt spălate și uscate și cele două probe sunt plasate în două camere de respirație ale aparatului Pettenko & shyffer & # 8217s sau în baloanele aparatului Warburg & # 8217s. Rata respirației este determinată în ambele cazuri la o temperatură constantă.

    Viteza de respirație în mililitri de CO2 pe gram de țesut uscat pe oră sunt reprezentate grafic. Greutățile uscate ale probelor sunt determinate la sfârșitul experimentului.

    Vătămarea unui anumit țesut vegetal determină adesea creșterea activității respiratorii. În general, în cazul țesuturilor vegetale lezate rata respirației crește deocamdată și această creștere crește treptat până la un punct maxim și apoi scade.

    Rana inițiază, în general, o activitate meristematică în zona plăgii, rezultând dezvoltarea și timiditatea calului & # 8220 al plăgii & # 8221. S-a demonstrat că are loc o creștere considerabilă a conținutului de zahăr (aproximativ 70%) în jurul celulelor lezate.

    Poate că creșterea respirației datorată rănirii este cauzată de disponibilitatea și timiditatea crescute a substratului respirator și a celulelor meristematice.

    Experiment # 11

    Efectul pretratamentului cu dioxid de carbon asupra vitezei de respirație:

    Se iau greutăți egale din trei loturi de tuberculi de cartofi. Două loturi sunt luate în două petridish așezate pe, două plăci de sticlă măcinată și fiecare este acoperită cu un borcan de clopot de 1 litru având o ieșire în partea de sus (Figura 25).

    Bordurile inferioare ale borcanelor cu clopot sunt etanșe la aer cu grăsime. Borcanele clopotului sunt evacuate parțial cu ajutorul unei pompe de aspirație. Acum CO2 se trece dintr-o sticlă Woulfe & # 8217s (CaCO2+HCL) într-un borcan clopot timp de 10 minute și în celălalt timp de 20 de minute. Orificiile sunt apoi închise și tuberculii sunt păstrați în aceste atmosfere timp de aproximativ trei ore.

    Lotul de control este de asemenea plasat sub un borcan clopot pentru aceeași perioadă de timp în atmosferă normală. Un termometru plasat central înregistrează temperatura. După timpul prevăzut, tuberculii sunt scoși și ratele de res­piration sunt determinate cu ajutorul respirometrului Ganong’s.

    Rata respirației în fiecare caz este reprezentată grafic și comparată.

    Creșterea concentrației de CO2 are un efect de reprimare cert asupra respiraţiei. Deoarece măsurarea directă a ratei respirației în termeni de CO2 evoluția și creșterea simultană a CO2 concentrația este dificilă cu aparatele obișnuite aici efectul pretratării CO2 este studiat. CO2 intrarea crește concentrația internă de CO2 considerabil şi limitează respiraţia prin efectul său toxic.

    Experiment # 12

    Efectul conținutului de umiditate asupra respirației boabelor:

    Aproximativ 300 de grame de orez decorticat sau semințe de grâu sunt luate într-un pahar și uscate într-un cuptor la 40 ° C timp de 24 de ore. Aceste semințe sunt împărțite în 5 loturi. Conținutul de umiditate inițial al unui lot este descurajat și timid. Apa se adaugă celorlalte 4 loturi și fiecare lot este înmuiat timp de 5, 10, 15 și 30 de minute separat.

    Conținutul de umiditate al fiecărui lot este apoi determinat prin luarea unei porții de semințe din fiecare lot. Greutatea egală a semințelor din fiecare lot, inclusiv una neînmuiată, este luată în respirometrul Ganong și # 8217 și se măsoară rata respirației.

    Rata respirației este exprimată în mililitri de CO2 evoluat pe gram de semințe uscate pe oră și reprezentat grafic în fiecare caz.

    În anumite limite, conținutul de umiditate al țesutului îi afectează ritmul respirator. În semințele latente, conținutul de apă este în general mai mic de 10%, iar frecvența respiratorie este foarte lentă.

    Semințele, când vin în contact cu umezeala, îmbibă apa și se umflă, iar frecvența respiratorie a acestora crește treptat. Conținutul de umiditate al țesutului mărește cantitatea de substrat respirator solubil și, de asemenea, activitatea protoplasmei de către enzime.

    Experimentul nr. 13

    Efectul aprovizionării cu alimente asupra respirației:

    Un lot de probă de frunze este colectat de la plantele de orez care anterior erau ținute în întuneric timp de 24 de ore și un alt lot este colectat de la plantele de orez păstrate anterior în lumină timp de 24 de ore. Rata de respirație cu greutăți egale a fiecărei probe este măsurată într-un tub Pettenkoffer & # 8217s sau în respirometrul Ganong & # 8217s. Se determină greutatea uscată a fiecărei probe.

    Rezultatele sunt exprimate ca mililitri de CO2 evoluat pe gram de țesut uscat pe oră.

    Rata respirației unui țesut dat este guvernată de concentrația substraturilor respirabile solubile. Deoarece materialele organice sunt oxidate în timpul respirației, cantitatea și tipul de materiale prezente în celule afectează în mod semnificativ atât viteza cât și cursul respirației.

    Ritmul de respirație crește datorită producției crescute de carbohidrați ca urmare a fotosintezei și scade datorită conținutului mai scăzut de carbohidrați în întuneric. Astfel, concentrația substratului respirabil poate limita ratele de CO2 producție sau O2 absorbție.

    N.B. O respirație crescută se observă, de asemenea, atunci când diferite zaharuri (în special zaharoză, glucoză, fructoză sau maltoză) sunt furnizate frunzelor plutitoare sau altor țesuturi în soluții.

    Experiment # 14

    Determinarea ratelor de respirație și natura substraturilor de McDougal Respiroscopes:

    Acesta este un aparat simplu fixat într-un cadru de lemn (Figura 26) care constă dintr-o pereche de tuburi verticale. Capătul superior al tubului este mai lat decât capătul inferior care este gradat. Capătul inferior al tubului gradat se scufundă într-un pahar care conține soluție de saramură.

    Capetele superioare mai largi, asemănătoare bulbilor, ale respiroscopurilor sunt închise cu ajutorul dopurilor prin care trec două tuburi mici cu capete îndoite. Capetele superioare, adică capetele exterioare ale tuburilor îndoite sunt prevăzute cu robinete.

    De la capetele îndoite inferioare ale celor două tuburi, două flacoane mici, una care conține pelete KOH, atârnă în becuri. Cantități egale de semințe de amidon sau grăsime germinate (învelișul de semințe îndepărtat) sunt plasate în becurile mai largi ale respiroscopului pe un dop de bumbac înmuiat. Un termometru poate fi amplasat central pentru a înregistra temperatura.

    Robinetul este apoi rotit pentru a face conexiunea cu aerul atmosferic. Soluția de saramură crește prin capătul gradat al respiroscopului și devine staționară la nivelul saramurii paharelor. Se închide robinetul și se înregistrează nivelul de soluție de saramură din ambele tuburi. Creșterea coloanelor de saramură în tuburi este înregistrată la un interval de 15 minute timp de 2 ore.

    Rata de creștere a coloanei de apă indică rata respirației.

    Vacuumul parțial creat datorită absorbției de O2respirația durabilă și timidă nu poate fi umplută de CO2 eliberat și acest vid este apoi umplut de soluția de saramură. Volumul de CO2evoluat în timpul respirației de către semințele amidonoase este egal cu volumul de O2consumate (RQ = 1). Dar în cazul semințelor grase volumul de CO2 eliberat este mai mic decât volumul de O2 epuizat (RQ, < 1).

    Prin urmare, rata respirației măsurată în termeni de O2consumul este mai mic în cazul semințelor grase decât semințele amidon. Coloana de depresiune (când RQ,> 1) sau elevație (când RQ, < 1) coloana de soluție de saramură din res­piroscope McDougal de control (fără KOH) indică natura substratului. Dacă nivelul saramurii este staționar (RQ, = 1) atunci substratul este carbohidrat.

    Experiment # 15

    Respirația rădăcinilor plantelor intacte:

    Rădăcinile adventive ale plantelor de orez sau grâu sunt spălate cu grijă și timid cu apă și puse într-o sticlă care conține apă care se face ușor alcalină cu soluție diluată de NaOH. Acesta este colorat în roz cu adăugarea de câteva picături de fenolftaleină.

    O a doua sticlă b preparată în același mod, închisă ermetic și lăsată fără plantă. Ambele sticle sunt lăsate să stea în lumină difuză, iar soluțiile sunt examinate din când în când, iar schimbarea culorii este observată cu atenție în fiecare caz.

    Culoarea roz a soluției din sticla care conține planta se estompează treptat și în cele din urmă devine incoloră după un timp considerabil și timid. Soluția celeilalte sticle rămâne ca atare.

    În timpul respirației rădăcinilor CO2 este eliberat care este convertit în H2CO3când intră în contact cu apa. Acest acid neutralizează soluția diluată de NaOH și culoarea roz a soluției se estompează.

    Când o porțiune din această soluție neutralizată este fiartă ușor timp de câteva minute, culoarea roz reapare deoarece CO2se desprinde la fierbere lăsând din nou soluția alcalină.

    Experiment # 16

    Demonstrarea continuității spațiilor intercelulare:

    Se ia un balon conic și se umple pe jumătate cu apă. Gura balonului este prevăzută cu un dop de plută având două găuri, printr-una dintre care este introdusă o frunză lungă pețiolată de arum (Colocasia), astfel încât capătul tăiat al pețiolului să rămână bine sub apă.

    Printr-o altă gaură este introdus un tub de sticlă îndoit care este conectat la o pompă de aspirație. Capătul acestui tub îndoit rămâne mult deasupra suprafeței apei. Toate conexiunile sunt etanșe. Aerul din balon este extras de pompa de aspirație.

    Se vede că bulele ies din capătul tăiat al pețiolului în apa balonului.

    Experimentul arată că, pe măsură ce aerul este aspirat, aerul at & shymospheric pătrunde prin stomatele frunzei și prin spațiile inter & shycellular iese în cele din urmă prin capătul tăiat al pețiolilor. Aceasta arată că stomatele și spațiile intercelulare formează continuitate și sunt implicate în schimbul gazos.


    Pot să apară fermentația și respirația aerobă în același timp? - Biologie

    Multe celule nu pot efectua respirația din cauza uneia sau mai multora dintre următoarele circumstanțe:

    1. Celulei îi lipsește o cantitate suficientă de acceptor final de electroni adecvat, anorganic, pentru a efectua respirația celulară.
    2. Celula nu are gene pentru a face complexe și purtători de electroni corespunzători în sistemul de transport de electroni.
    3. Celula nu are gene pentru a produce una sau mai multe enzime în ciclul Krebs.

    În timp ce lipsa unui acceptor final neorganic adecvat de electroni este dependentă de mediu, celelalte două condiții sunt determinate genetic. Astfel, mulți procarioti, inclusiv membri ai genului clinic important streptococ, sunt permanent incapabili de respirație, chiar și în prezența oxigenului. Dimpotrivă, mulți procarioti sunt facultativi, ceea ce înseamnă că, în cazul în care condițiile de mediu se schimbă pentru a oferi un acceptor de electroni final anorganic adecvat pentru respirație, organismele care conțin toate genele necesare pentru a face acest lucru vor trece la respirația celulară pentru metabolismul glucozei, deoarece respirația permite un ATP mult mai mare. producție pe moleculă de glucoză.

    Dacă respirația nu are loc, NADH trebuie reoxidat la NAD + pentru reutilizare ca purtător de electroni pentru glicoliză, singurul mecanism al celulei pentru producerea oricărui ATP, pentru a continua. Unele sisteme vii folosesc o moleculă organică (de obicei piruvat) ca acceptor final de electroni printr-un proces numit fermentaţie. Fermentarea nu implică un sistem de transport de electroni și nu produce în mod direct niciun ATP suplimentar în afară de cel produs în timpul glicolizei prin fosforilarea la nivel de substrat. Organismele care efectuează fermentația, numite fermentatoare, produc maximum două molecule de ATP per glucoză în timpul glicolizei. Tabelul 1 compară acceptorii finali de electroni și metodele de sinteză a ATP în respirația aerobă, respirația anaerobă și fermentația. Rețineți că numărul de molecule de ATP prezentat pentru glicoliză presupune Calea Embden-Meyerhof-Parnas. Numărul de molecule ATP produse de fosforilarea la nivel de substrat (SLP) impotriva fosforilarea oxidativă (OP) sunt indicate.

    Procesele de fermentare microbiană au fost manipulate de oameni și sunt utilizate pe scară largă la producerea diferitelor alimente și a altor produse comerciale, inclusiv a produselor farmaceutice. Fermentarea microbiană poate fi, de asemenea, utilă pentru identificarea microbilor în scopuri de diagnosticare.

    Fermentarea de către unele bacterii, cum ar fi cele din iaurt și alte produse alimentare acide, și de animalele din mușchi în timpul epuizării oxigenului, este fermentarea acidului lactic. Reacția chimică a fermentației acidului lactic este după cum urmează:

    Bacterii din mai multe genuri gram-pozitive, inclusiv Lactobacillus, Leuconostoc, și streptococ, sunt colectiv cunoscute sub numele de bacterii lactice (LAB), și diverse tulpini sunt importante în producția de alimente. Pe parcursul iaurt și brânză producția, mediul extrem de acid generat de fermentația acidului lactic denaturează proteinele conținute în lapte, determinându-l să se solidifice. Când acidul lactic este singurul produs de fermentație, se spune că procesul este fermentarea homolactică asa este cazul pt Lactobacillus delbrueckii și S. termofile folosit la producerea iaurtului. Cu toate acestea, multe bacterii sunt performante fermentație heterolactică, producând un amestec de acid lactic, etanol și / sau acid acetic și CO2 ca rezultat, datorită utilizării căii ramificate a pentozei fosfatului în locul căii EMP pentru glicoliză. Un fermentator heterolactic important este Leuconostoc mezenteroides, care este folosit pentru acrarea legumelor precum castraveții și varza, producând murături și respectiv varză murată.

    Bacteriile lactice sunt, de asemenea, importante din punct de vedere medical. Producerea de medii cu pH scăzut în organism inhibă formarea și creșterea agenților patogeni în aceste zone. De exemplu, microbiota vaginală este compusă în mare parte din bacterii lactice, dar atunci când aceste bacterii sunt reduse, drojdia poate prolifera, provocând o infecție cu drojdie. În plus, bacteriile lactice sunt importante în menținerea sănătății tractului gastro-intestinal și, ca atare, sunt componenta principală a probioticelor.

    Un alt proces familiar de fermentare este fermentarea alcoolului, care produce etanol. Reacția de fermentare a etanolului este prezentată în Figura 1. În prima reacție, enzima piruvat decarboxilază elimină o grupă carboxil din piruvat, eliberând CO2 gaz în timp ce produce acetaldehida moleculei cu doi carbon. A doua reacție, catalizată de enzima alcool dehidrogenază, transferă un electron din NADH în acetaldehidă, producând etanol și NAD +. Fermentarea cu etanol a piruvatului de către drojdie Saccharomyces cerevisiae este folosit în producția de băuturi alcoolice și, de asemenea, face ca produsele de pâine să crească datorită CO2 producție. În afara industriei alimentare, fermentarea cu etanol a produselor vegetale este importantă în biocombustibil producție.

    Figura 1. Reacțiile chimice ale fermentației alcoolice sunt prezentate aici. Fermentarea cu etanol este importantă în producția de băuturi alcoolice și pâine.

    Dincolo de fermentația acidului lactic și fermentația alcoolică, multe alte metode de fermentație apar la procariote, toate în scopul asigurării unui aport adecvat de NAD + pentru glicoliză (Tabelul 2). Fără aceste căi, glicoliza nu ar avea loc și nu ar fi recoltat ATP din defalcarea glucozei. Trebuie remarcat faptul că, pe lângă cele mai multe forme de fermentare fermentarea homolactică produce gaz, de obicei CO2 și / sau hidrogen gazos. Multe dintre aceste tipuri diferite de căi de fermentare sunt, de asemenea, utilizate în producția de alimente și fiecare are ca rezultat producerea de acizi organici diferiți, contribuind la aroma unică a unui anumit produs alimentar fermentat. Acidul propionic produs în timpul fermentarea acidului propionic contribuie la aroma distinctivă a brânzei elvețiene, de exemplu.

    Mai multe produse de fermentare sunt importante din punct de vedere comercial în afara industriei alimentare. De exemplu, solvenți chimici precum acetonă și butanol sunt produse în timpul fermentarea acetonă-butanol-etanol. Compușii farmaceutici organici complexi utilizați în antibiotice (de exemplu, penicilina), vaccinurile și vitaminele sunt produse prin fermentare acidă mixtă. Produsele de fermentație sunt utilizate în laborator pentru a diferenția diverse bacterii în scopuri de diagnostic. De exemplu, bacteriile enterice sunt cunoscute pentru capacitatea lor de a efectua fermentație acidă mixtă, reducând pH-ul, care poate fi detectat folosind un indicator de pH. În mod similar, poate fi detectată și producția bacteriană de acetoină în timpul fermentării butandiolului. Producția de gaz din fermentație poate fi văzută și într-un tub Durham inversat care captează gazul produs într-o cultură de bulion.

    Microbii pot fi diferențiați și în funcție de substraturile pe care le pot fermenta. De exemplu, E coli poate fermenta lactoza, formând gaze, în timp ce unii dintre rudele sale apropiate gram-negative nu pot. Capacitatea de a fermenta alcoolul de zahăr sorbitol este utilizată pentru a identifica tulpina patogenă enterohemoragică O157:H7 a E coli pentru că, spre deosebire de altele E coli tulpini, este incapabil să fermenteze sorbitolul. În sfârșit, fermentația manitolului diferențiază fermentarea manitolului Staphylococcus aureus din alți stafilococi care nu fermentează manitol.

    Tabelul 2. Căi comune de fermentare
    Calea Produse finale Exemplu de microbi Produse comerciale
    Acetonă-butanol-etanol Acetonă, butanol, etanol, CO2 Clostridium acetobutylicum Solvenți comerciali, alternativă pe benzină
    Alcool Etanol, CO2 Candida, Saccharomyces Bere, pâine
    Butandiol Acid formic și acid lactic etanol acetoin 2,3 butandiol CO2 hidrogen gazos Klebsiella, Enterobacter Vin Chardonnay
    Acid butiric Acid butiric, CO2, hidrogen gazos Clostridium butyricum Unt
    Acid lactic Acid lactic Streptococ, Lactobacillus Varza, iaurtul, brânza
    Acid mixt Acizi acetic, formic, lactic și succinic etanol, CO2, hidrogen gazos Escherichia, Shigella Oțet, produse cosmetice, produse farmaceutice
    Acid propionic Acid acetic, acid propionic, CO2 Propionibacterium, Bifidobacterium brânză elvețiană

    Gandeste-te la asta

    • Când un microb versatil din punct de vedere metabolic ar efectua fermentația mai degrabă decât respirația celulară?

    Identificarea bacteriilor prin utilizarea panourilor de testare API

    Identificarea unui izolat microbian este esențială pentru diagnosticul adecvat și tratamentul adecvat al pacienților. Oamenii de știință au dezvoltat tehnici care identifică bacteriile în funcție de caracteristicile lor biochimice. De obicei, ei fie examinează utilizarea unor surse specifice de carbon ca substraturi pentru fermentație sau alte reacții metabolice, fie identifică produse de fermentație sau enzime specifice prezente în reacții. În trecut, microbiologii au folosit eprubete și plăci individuale pentru a efectua teste biochimice. Cu toate acestea, oamenii de știință, în special cei din laboratoarele clinice, folosesc acum mai frecvent panouri multitest din plastic, de unică folosință, care conțin un număr de tuburi de reacție miniaturale, fiecare incluzând de obicei un substrat specific și un indicator de pH. După inocularea panoului de testare cu un eșantion mic de microb în cauză și incubare, oamenii de știință pot compara rezultatele cu o bază de date care include rezultatele așteptate pentru reacții biochimice specifice pentru microbi cunoscuți, permițând astfel identificarea rapidă a unui eșantion de microb. Aceste panouri de testare au permis oamenilor de știință să reducă costurile, îmbunătățind în același timp eficiența și reproductibilitatea, efectuând simultan un număr mai mare de teste.

    Multe panouri comerciale, miniaturizate de testare biochimică acoperă o serie de grupuri importante din punct de vedere clinic de bacterii și drojdii. Unul dintre cele mai vechi și mai populare panouri de testare este panoul Index analitic al profilului (API) inventat în anii 1970. Odată ce s-a efectuat o anumită caracterizare de laborator a unei tulpini date, cum ar fi determinarea morfologiei Gram a tulpinii, se poate utiliza o bandă de test adecvată care conține 10 până la 20 de teste biochimice diferite pentru diferențierea tulpinilor din grupul respectiv microbian. În prezent, diversele benzi API poate fi folosit pentru a identifica rapid și ușor peste 600 de specii de bacterii, atât aerobe, cât și anaerobe, și aproximativ 100 de tipuri diferite de drojdii. Pe baza culorilor reacțiilor la prezența produselor finale metabolice, datorită prezenței indicatorilor de pH, din rezultate se creează un profil metabolic (Figura 2). Microbiologii pot compara apoi profilul probei cu baza de date pentru a identifica microbul specific.

    Figura 2. Banda de testare API 20NE este utilizată pentru a identifica tulpini specifice de bacterii gram-negative în afara Enterobacteriaceae. Iată un rezultat al benzii de testare API 20NE pentru Photobacterium damselae ssp. piscicida.

    Focus clinic: Alex, partea 2

    Acest exemplu continuă povestea lui Alex care a început în Energy Matter and Enzymes.

    Multe dintre simptomele lui Alex sunt în concordanță cu mai multe infecții diferite, inclusiv gripă și pneumonie. Cu toate acestea, reflexele sale lente, împreună cu sensibilitatea la lumină și gâtul rigid sugerează o posibilă implicare a sistemului nervos central, indicând probabil meningita. Meningita este o infecție a lichidului cefalorahidian (LCR) din jurul creierului și măduvei spinării, care provoacă inflamarea meningelor, straturile protectoare care acoperă creierul. Meningita poate fi cauzată de viruși, bacterii sau ciuperci. Deși toate formele de meningită sunt grave, meningita bacteriană este deosebit de gravă. Meningita bacteriană poate fi cauzată de mai multe bacterii diferite, dar bacteria Neisseria meningitidis, un diplococ gram negativ, în formă de fasole, este o cauză frecventă și duce la deces în decurs de 1 până la 2 zile la 5% până la 10% dintre pacienți.

    Având în vedere gravitatea potențială a afecțiunilor lui Alex, medicul său i-a sfătuit pe părinții săi să-l ducă la spitalul din capitala Gambiei Banjul și acolo să-l facă testat și tratat pentru o posibilă meningită. După 3 ore de mers cu mașina la spital, Alex a fost internat imediat. Medicii au prelevat o probă de sânge și au efectuat o puncție lombară pentru a testa LCR. De asemenea, i-au început imediat un curs cu antibioticul ceftriaxonă, medicamentul de elecție pentru tratamentul meningitei cauzate de N. meningitidis, fără a aștepta rezultatele testelor de laborator.

    • Cum ar putea fi utilizate testele biochimice pentru a confirma identitatea N. meningitidis?
    • De ce medicii lui Alex au decis să administreze antibiotice fără să aștepte rezultatele testelor?

    Vom reveni la exemplul lui Alex în paginile ulterioare.

    Concepte cheie și rezumat

    • Fermentarea folosește o moleculă organică ca acceptor final de electroni pentru a regenera NAD + din NADH, astfel încât glicoliza să poată continua.
    • Fermentarea nu implică un sistem de transport de electroni și nici un ATP nu este produs prin procesul de fermentație direct. Fermentatorii produc foarte puțin ATP - doar două molecule de ATP pe moleculă de glucoză în timpul glicolizei.
    • Procesele de fermentare microbiană au fost utilizate pentru producerea de alimente și produse farmaceutice și pentru identificarea microbilor.
    • În timpul fermentării acidului lactic, piruvatul acceptă electroni din NADH și este redus la acid lactic. Microbi performanți fermentarea homolactică produc numai acid lactic ca produs de fermentare microbi efectuează fermentație heterolactică produc un amestec de acid lactic, etanol și / sau acid acetic și CO2.
    • Producția de acid lactic de către microbiota normală previne creșterea agenților patogeni în anumite regiuni ale corpului și este importantă pentru sănătatea tractului gastrointestinal.
    • În timpul fermentării etanolului, piruvatul este mai întâi decarboxilat (eliberând CO2) la acetaldehidă, care apoi acceptă electroni din NADH, reducând acetaldehida la etanol. Fermentarea etanolului este folosită pentru producerea de băuturi alcoolice, pentru a crește produsele de pâine și pentru producerea de biocombustibili.
    • Produsele de fermentație ale căilor (de exemplu, fermentația acidului propionic) oferă arome distinctive produselor alimentare. Fermentarea este utilizată pentru a produce solvenți chimici (fermentare acetonă-butanol-etanol) și produse farmaceutice (fermentare acidă mixtă).
    • Tipuri specifice de microbi pot fi distinse prin căile și produsele lor de fermentație. Microbii pot fi, de asemenea, diferențiați în funcție de substraturile pe care sunt capabili să le fermenteze.

    Alegere multiplă

    Care dintre următoarele este scopul fermentației?

    1. pentru a face ATP
    2. pentru a face intermediari de molecule de carbon pentru anabolism
    3. a face NADH
    4. pentru a face NAD +

    Ce moleculă servește de obicei ca acceptor final de electroni în timpul fermentării?

    Ce produs de fermentare este important pentru creșterea pâinii?

    Care dintre următoarele nu este un produs de fermentare important din punct de vedere comercial?

    Completează spațiul liber

    Microbul responsabil de fermentarea etanolului în scopul producerii de băuturi alcoolice este ________.

    ________ conduce la producerea unui amestec de produse de fermentație, inclusiv acid lactic, etanol și/sau acid acetic și CO2.

    Organismele fermentatoare produc ATP prin procesul de ________.

    Potrivire

    Potriviți calea de fermentare cu produsul comercial corect pe care îl utilizați pentru a produce:


    Priveste filmarea: Гастрит, изжога, язва. Как надо и как НЕ надо лечить желудок. (Septembrie 2022).


Comentarii:

  1. Sevilin

    Bravo, ai fost vizitat cu o idee pur și simplu excelentă

  2. Carver

    Da într-adevăr. M -am alăturat tuturor mai sus. Putem comunica pe această temă.

  3. Andreu

    Cred că aceasta este minciuna.

  4. Martel

    În asta e ceva. Sunt de acord cu tine, multumesc pentru ajutor la aceasta intrebare. Ca întotdeauna, totul este grozav.



Scrie un mesaj